O que é adenite equina, e qual seu tratamento?

            O Brasil tem o terceiro maior rebanho de equinos do mundo, contando com 5,9 milhões de animais, ficando abaixo somente da China (8,2 milhões) e do México (6,2 milhões). O setor de equinos é responsável por gerar aproximadamente 1,2 milhões de postos de trabalhos diretos, sendo uma das atividades mais importantes do ramo do agronegócio, com grande interação com o turismo, cultura e lazer. A aptidão dos criadores para desenvolver animais de alto valor genético e zootécnico, justifica o constante crescimento do setor (CNA, 2003).

            Nessa espécie as alterações do aparelho respiratório estão na segunda posição dentre as doenças limitantes dos equinos, atrás somente dos distúrbios músculo esqueléticos (enfermidades do sistema locomotor), gerando grandes perdas econômicas. A constatação rápida das alterações respiratórias é fundamental para a rápida recuperação e volta dos animais às suas atividades (AINSWORTH & BILLER, 2000). 

            A adenite equina que também é chamada de “garrotilho” é uma afecção bacteriana causada pelo Streptococcus equi, subspécie equi, bactéria β hemolítica que causa alteração no trato respiratório anterior dos equinos, atingindo animais de todas as idades, com maior predisposição em animais jovens (SWEENEY, 1993; TIMONEY et al., 1997). A expressão garrotilho vem do espanhol garrotillo: morte por sufocação e foi introduzido ao português em 1695, referindo-se aos animais afetados e não tratados, que aparentam estar estrangulados devido ao garrote, visto o aumento de volume dos linfonodos retrofaríngeos e submandibulares que tendem a obstruir a faringe (HOUAISS, 2001).

            A adenite equina tem por característica inflamação e exsudação mucopurulenta do trato respiratório superior dos equinos, possuindo distribuição mundial, sendo responsável por grandes perdas econômicas no setor, considerando os custos de tratamento e esporádicas mortes (SCHILD, 2001). Seu período de incubação é de 3 a 14 dias, levando o animal a apresentar febre, apatia, descarga nasal, no início mucoso avançando para mucopurulenta, tosse constante, anorexia, dificuldade de deglutição e edema mandibular causando dispneia (TIMONEY; MUKHTAR, 1993). 

            De acordo com Sant’ana (2006), os animais acometidos com essa síndrome, apresentam nas primeiras 48 horas antes dos corrimentos nasais, apatia e anorexia, com súbito início de estado febril de 41ºC. O corrimento nasal passa de seroso a purulento num período de três dias, deixando a coloração amarelada, além de alteração nos linfonodos, no qual os submandibulares e retrofaríngeos, apresentam-se edemaciados, com temperatura elevada no local e com sensibilidade ao toque (THOMASSIAN, 2001). 

            O diagnóstico desta síndrome é clínico e para confirmação pode ser realizado esfregaços do exsudato nasal ou pus com o auxílio de um swab, para o isolamento da bactéria (SCHILD, 2001). Técnicas de biologia molecular podem ser utilizadas para reconhecimento de Streptococcus spp, sendo elas: a reação de polimerase em cadeia (PCR), que é frequentemente utilizada por ser teste rápido, detectando o agente vivo ou morto (HARRINGTON et al., 2002). Outra também utilizada é a técnica de  ELISA (Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay), podendo ser empregada no diagnostico indireto desta afecção, constatando a presença de anticorpos (MORAES, 2005).

De acordo com (PRESCOTT; WRIGHT, 2000) o agente etiológico do garrotilho é sensível à diversos antimicrobianos, dentre eles a Penicilina, Sulfametoxazol associado à Trimetoprim, Cloranfenicol, Eritromicina, Tetraciclina e Lincomicina, sendo mais indicado o tratamento à base de Penicilina (18.000 a 22.000 UI/kg) ou Sulfametoxazol (20mg/kg) associado à Trimetoprim.

A JA Saúde Animal sugere os seguintes protocolos de tratamento:

CASOS CLÍNICOS NORMAIS

1º OPÇÃO 

DICLOPEN® Associação de Benzilpenicilina G Potássica Cristalina com Benzilpenicilina G Procaína, Sulfato de Estreptomicina e Diclofenaco de Sódio. Associação que confere ação imediata e duradoura por 24 horas, combatendo a infecção e controlando os sintomas (febre, dor, inapetência etc.). A dose recomendada é de 1mL/12,5kg de peso corpóreo pela via intramuscular, uma vez ao dia durante 3 a 5 dias. No último dia de tratamento se necessário fazer uma aplicação de BENZAFORT® 1mL/ 10kg de peso corpóreo por via intramuscular.

2º OPÇÃO

VETSULFA, Sulfametoxazol + Trimetoprim e Diclofenaco de Sódio, também combate a infecção e controla os sintomas por 24 horas. A dose recomendada é de 2mL/ 15kg de peso corpóreo pelas vias intravenosa e intramuscular, uma vez ao dia durante 3 a 5 dias. No último dia de tratamento, se necessário, fazer uma aplicação de BENZAFORT® 1mL/ 10kg de peso corpóreo por via intramuscular.

CASOS GRAVES E SUPERAGUDOS

É indicado a aplicação de 1 frasco de GENTOPEN® 20 milhões de 12 em 12 horas, por via intravenosa, durante 3 a 5 dias, associado à uma aplicação diária de PRADOR®, na dose de 1mL/ 25kg de peso corpóreo, uma vez ao dia até cessar os sintomas.

CASOS BRANDOS E NA PREVENÇÃO DE SURTOS

Aplicar em toda a tropa BENZAFORT® 12 MILHÕES, Benzilpenicilina G Benzatina, antimicrobiano de longa ação que apresenta pico terapêutico 8 horas após a aplicação intramuscular, permanecendo no organismo do animal por até 28 dias. A dose recomendada é de 1mL/10kg de peso corpóreo, pela via intramuscular, com intervalo de aplicação de 3 a 30 dias, a critério do Médico Veterinário. O BENZAFORT®, pelas suas características metafiláticas, é o produto de eleição para o controle de surtos, prevenindo a proliferação da doença.

 

Autores:

M.V. Guilherme Luiz Gomes da Silva

Médico Veterinário - JA Saúde Animal

 

M.V. Eduardo de Castro Rezende

Médico Veterinário - JA Saúde Animal

 

Prof. Dr. José Abdo Andrade Hellu

Médico Veterinário e Fundador da JA Saúde Animal

 

 

Referências bibliográficas:

 AINSWORTH, D.M.; BILLER, D.S. Sistema respiratório. In: reed, s.m.; bayly, w.m. Medicina interna eqüina. Rio de Janeiro: Guanabara Kooga. p.229-230. 2000.

CNA, 2003. Confederação da agricultura e pecuária do Brasil cria comissão para o setor de agronegócio do cavalo. Disponível em: http://www.cna.org.br/AgropecuariaAgora/Agora03/ag297.htm. Acesso em: 14 set 2020.

HARRINGTON, D.J; SUTCLIFFE, I.C; CHANTER, N. The molecular basis of Streptococcus equi infection and disease. Microbes and Infection, n.4, p. 501-510, 2002.

HOUAISS, A. Dicionário Houaiss da Língua portuguesa. Rio de Janeiro: Objetiva, 3008p. 2001.

MORAES, C.M. Caracterização fenotípica de Streptococcus equi e estimativa da reatividade cruzada de cepas isoladas de eqüinos da região sul do Rio Grande do Sul. 40f. Dissertação (Mestrado em Veterinária) - Faculdade de Veterinária, Universidade Federal de Pelotas, RS. 2005.

PRESCOTT, J.; WRIGHT, B. Strangles in horses. Ontario: Ministry of Agriculture and Food. 2000. Available in: <http://www.omafra.gov.on.ca/english/livestock/horses/facts/03-037.htm>. Acesso em:14 set 2020.

SCHILD, A.L. Infecção por Streptococcus equi (Garrotilho). In: RIET-CORREA, F.; SCHILD, A.L.; MÉNDEZ, M.C.; LEMOS, R.A.A. (Eds.). Doenças de ruminantes e equinos. São Paulo:Varela, v.1, p.265-269. 2001.

SWEENEY, C.R. Streptococcus equi. In:SMITH, B.P. Tratado de medicina interna de grandes animais. São Paulo: Manole, p.531-533. 1993.

THOMASSIAN, A. et al. Avaliação dos processos de cicatrização da fenestração do septomedial da bolsa gutural em eqüinos. R. Educ. Contin. CRMV-SP, São Paulo, v.4, n.1, p.8-18, 2001.

TIMONEY, J.F.; ARTIUSHIN, S.C. Detection of Streptococcus equi in equine nasal swabs and washes by DNA amplification. Veterinay Record, v.141, p.446-447, 1997.

TIMONEY, J.F.; MUKHATAR, M.M. The protective M proteins of the equine group C streptococci. Veterinary Microbiology, n.37, p.389-395, 1993.

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